Denk很快就将双光子显微镜用于神经元成像，而1997年在Svoboda测量完整老鼠大脑的锥体神经元的感官刺激诱导树突钙离子动态后，双光子显微镜的潜能开始完全凸显。值得一提的是，霍华德·休斯医学院Svoboda实验室和Thorlabs在2016年合作推出了一种强大的多光子介观显微镜，其成像视场达到5毫米，能够跨多个脑区进行高速功能成像。根据清华大学单一采购来源的**指导意见：这种显微镜的视场是普通双光子显微镜的10倍。30年来，双光子显微镜已成为较厚生物组织三维成像中不可或缺的工具。从双光子到三光子甚至四光子，这种非线性成像技术通常也被统称为多光子显微镜。下图统计了自1990年以来每年发表的多光子显微镜文章数量，发展速度可见一斑。双光子显微镜观察到的现象证明了钙离子的增加依赖于肌体触发的钠离子作用电势。国内ultima双光子显微镜扫描深度
由于具有较高输出功率的光源可以提高成像速度，在我们的实验中，时间分辨率主要是受OPO输出可见光激光功率的限制。尽管在单点扫描系统中，v2PE激发会使得空间分辨率提高，但多聚焦v2PE显微镜具有与1PE多聚焦显微镜近乎相同的横向分辨率，这主要是多聚焦成像和单点扫描技术之间的差异造成的。由于v2PE的激发体积小于1PE，引入图像扫描技术可以进一步提高空间分辨率，这种技术需要通过在阵列前引入额外的微透镜阵列来实现。除此之外，由于可见光区域的共振效应，可能会产生光漂白，因而为了延长观察时间，系统还需要对激发强度和曝光时间做进一步优化。investigator双光子显微镜成像技术双光子显微镜除了可以进行厚的组织样品拍摄以外呢，可以在小鼠的的任何部位进行成像。
在该自适应光学双光子荧光显微镜中，她们将空间光位相调制器光学共轭到显微物镜的后焦平面，通过位相调制器将入射光分成若干子区域，每一块子区域的波前都可以被控制。同时，她们用数字微阵列光处理器，以不同的频率同时调制其中一半子区域的入射光强度，以另一半子区域作为“参考波前”。来自所有子区域光束会在焦点处会聚干涉，通过监测焦点激发的双光子信号随时间的变化情况，并进行傅里叶变换分析，可以“分解”得到被调制的每一块子区域的“光线”的贡献信息，从而可以实现对一半子区域波前的并行测量。对另一半子区域重复这一测量过程，从而获得整个入射波前的信息并进行校正。该方法耗时很短，通常约1~3分钟左右即可完成像差的测量和校正，无需复杂的计算，适用于任何标记密度和标记类型的样品。更重要的是，得到的像差校正图案可以用于提高较大视场范围内的成像质量。该方法无疑为在体研究小鼠大脑皮层深层区域的生物、医学问题提供了可行性方案。
其实电子显微镜相比于光学显微镜的重要优势或者存在的比较大意义，准确的来说，不在于放大倍数，而在于超高的分辨率。这两者是不同的。通俗的来说，就是进行观察的时候，除了要将物体放大，还需要能将它与相邻的其他物体分辨开来。如果两个相邻微粒的图像在光学显微镜下，即使放大到很大，看到的可能却是两个相交的亮斑（艾里斑），而没有明显的界限（更不用说细节了），这表示是分辨率不够。抛开分辨率谈放大倍数是没有意义的。光学显微镜的分辨率极限是阿贝极限，约等于光波波长的一半，通常被说成是光学显微镜放大极限，其实准确地来说，应该叫做分辨率的极限。而其产生的原因是光的衍射，根本原因是光的波粒二象性。电子衍射实验证明了电子的波动性，于是用电子代替光的电子显微镜成为可能。电子显微镜也有多种，题主说的是像REM的。电镜也存在用衍射规则观察的，比如低能电子衍射（LEED）和透射电镜（TEM）。两者主要用于观察晶体，根据其周期性的特点而生成倒易空间里的衍射图像，借助elward球或者傅里叶变换就可以转换到实空间，得到真正的晶体表面图像了。成像平台倒置双光子显微镜启用显微镜自带调焦设备。
双光子显微镜的优势：在深度组织中以较长时间对活细胞成像，双光子显微镜是当前之选。双光子和共聚焦显微镜都是通过激光激发样品中的荧光标记，使用探测器测量被激发的荧光。但是，共聚焦一般使用单模光纤耦合激光器，通过单光子激发荧光，而双光子使用飞秒激光器，通过几乎同时吸收两个长波光子激发荧光。下面是两种技术的对比图。双光子激发荧光的主要优势：双光子比共聚焦使用的更长的波长，所以对组织的损伤更小且穿透更深。共聚焦的成像深度一般为100微米，双光子则能达到250到500微米，甚至超过1毫米。另外，同时吸收两个光子意味只有度聚焦点处能被激发，所以不会损伤焦平面之外的组织，并且生成更清晰的图像。双光子显微镜将得到更大的发展与更广的应用。进口荧光激光双光子显微镜光刺激
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